ผศ. ดร. มัณฑนา บัวหนอง
คณะทรัพยากรชีวภาพและเทคโนโลยี มหาวิทยาลัยเทคโนโลยีพระจอมเกล้าธนุรี

แวนด้าพันธุ์สันทรายบลู (V. crimson Glory x V. coerulea) มีการผลิตเอทิลีนในปริมาณน้อยมาก ประมาณ 0.3 µL kg^-1FW h^-1 ในระหว่างวันที่ 3-11 ของการปักแจกัน แต่มีความไวต่อเอทิลีนสูง เนื่องจากการให้เอทิลีนจากภายนอกที่ความเข้มข้น 1-10 ppm นาน 24 ชั่วโมง ทำให้ดอกกล้วยไม้มีการตอบสนองต่อเอทิลีนอย่างชัดเจน คือ เกิดอาการซีดจางของสีกลีบดอกและเปลี่ยนจากสีม่วงเป็นสีขาว (Color bleaching) ปริมาณแอนโทไซยานินในกลีบดอกลดลงเกิดอาการดอกฟุบ (Sleepiness) เนื่องมาจากสูญเสียน้ำ และมีอายุการปักแจกันสั้นลง 50% อาการเหล่านี้มีผลต่อคุณภาพของดอกและสามารถใช้เป็นตัวกำหนดการสิ้นสุดอายุการปักแจกันดอก (Khunmuang et al., 2019a, b) มีรายงานว่า น้ำตาลมีผลกับการสังเคราะห์เอทิลีนและการส่งสัญญาณในดอกไม้ที่มีความไวต่อเอทิลีน (Pun and Ichimura, 2003; van Doorn, 2004; Hoebericht et al., 2007; Yuan et al., 2012) ในดอกคาร์เนชั่น น้ำตาลสามารถยับยั้งเอทิลีนโดยไปลดปริมาณ 1-Aminocyclopropane-1-carboxylic-acid (ACC) และกิจกรรมของเอนไซม์ Acetyl-CoA synthetase (ACS) และ 1-Aminocyclopropane-1-carboxylic acid oxidase (ACO) จึงชะลอการเสื่อมสภาพของดอกได้ (Verlinden and Garcia, 2004) น้ำตาลยังเป็นตัวเพิ่มประสิทธิภาพในการสังเคราะห์แอนโทไซยานินและการพัฒนาอวัยวะสืบพันธุ์ (Reproductive organ) เช่น ดอกไม้ ดังนั้น การเพิ่มความเข้มข้น และปฏิกิริยา Phosphorylation ของน้ำตาลโดยเอนไซม์ Hexokinase จึงมีบทบาทสำคัญในการพัฒนาสีกลีบดอก (Weiss, 2000) การให้น้ำตาลจากภายนอกยังสามารถกระตุ้นระดับการแสดงออกของยีนที่เกี่ยวข้องกับการสังเคราะห์แอนโทไซยานินในดอกไม้ได้ เช่น น้ำตาลชักนำให้มีการแสดงออกของยีน Chalcone synthase (CHS) ที่ได้จากกลีบดอกพิทูเนียในใบ Arabidopsis ตัดต่อพันธุกรรม (Tsukaya et al., 1991)

จากการศึกษา พบว่า การให้น้ำตาลแก่ดอกกล้วยไม้แล้วรมด้วยเอทิลีนไม่ได้ช่วยลดความรุนแรงของการตอบสนองต่อเอทิลีนและการเปลี่ยนสีของกลีบดอก แต่การให้น้ำตาลซูโครส แล้วรมด้วย 1-MCP ก่อนได้รับเอทิลีนจากภายนอกกระตุ้นให้ดอกกล้วยไม้มีปริมาณแอนโทไซยานินเพิ่มสูงขึ้นเมื่อเปรียบเทียบกับชุดควบคุม แต่เอทิลีนจากภายนอกส่งผลให้ปริมาณแอนโทไซยานินในดอกกล้วยไม้ลดลงประมาณ 1.5-2 เท่า เมื่อเปรียบเทียบกับชุดควบคุม (ไม่แสดงรูป) เมื่อวิเคราะห์การแสดงออกยีนที่เกี่ยวข้องกับการสังเคราะห์แอนโทไซยานิน พบว่า ระดับการแสดงออกยีน VaPAL ในดอกกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลู ในระยะดอกบานสูงกว่าในระยะดอกแย้ม การปักแช่ดอกกล้วยไม้ในน้ำตาลซูโครสสามารถชักนำให้มีระดับการแสดงออกของยีน VaPAL ในระยะดอกแย้มสูงกว่าชุดควบคุม และมีการแสดงออกยีน VaPAL ในระยะดอกบานเพิ่มขึ้นในวันที่ 2 หลังทรีทเม้นต์ (2 DAT) (รูปที่ 1) โดย PAL เป็นเอนไซม์ตัวแรกและเป็น Rate-limiting enzyme ในวิถีการสังเคราะห์แอนโทไซยานิน อีกทั้ง PAL ยังช่วยต้านทานต่อความเครียด และช่วยให้การทำงานต่าง ๆ ภายในโครงสร้างต้นพืชทำงานได้อย่างเป็นปกติ ระดับการแสดงออกของยีน PAL นั้นสัมพันธ์กับการสะสมแอนโทไซยานินส่วนต่าง ๆ PAL มีการแสดงออกมากขึ้นในพืชตระกูล Malus และ Allium cepa ในระยะบริบูรณ์ (Liang et al., 2014; Sun et al., 2012) ผลการศึกษานี้ยังสอดคล้องกับรายงานของ Vitrac et al. (2000) ที่พบว่า การเพาะเลี้ยงเซลล์แขวนลอย Vitis vinifera ในซูโครสสามารถชักนำให้มีการสังเคราะห์แอนโทไซยานินเพิ่มขึ้น ในแรดิชสีขาวพันธุ์ ‘Incicle’ ยีนที่ตอบสนองต่อน้ำตาลซูโครสมีเพียงยีน PAL และ CHS ส่วนยีน CHI, F3H, DFR และ ANS ถูกยับยั้งหรือถูกกด จึงทำให้มีการสะสมแอนโทไซยานินน้อย (Hara et al., 2004) อย่างไรก็ตามเอทิลีนจากภายนอกกระตุ้นให้ระดับการแสดงออกของยีน VaPAL ลดลงอย่างรวดเร็วทั้งในระยะดอกแย้มและดอกบาน ถึงแม้ว่าระดับการแสดงออกยีน VaPAL จะเพิ่มขึ้นในวันที่ 2 หลังทรีทเม้นต์ (2 DAT) การให้น้ำตาลแก่ดอกกล้วยไม้แล้วรมด้วยเอทิลีนไม่ได้ช่วยชะลอการลดลงของระดับการแสดงออกของยีน VaPAL ในขณะที่ 1-MCP ช่วยชะลอการลดลงของยีน VaPAL ในระยะดอกบานเท่านั้น

สำหรับยีน VaCHS มีการแสดงออกในดอกกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลูระยะดอกบานสูงกว่าระยะดอกแย้มประมาณ 5-7 เท่า โดยน้ำตาลซูโครสและ 1-MCP มีรูปแบบการแสดงออกของยีน VaCHS ที่คล้ายคลึงกับชุดควบคุมในดอกกล้วยไม้ทั้ง 2 ระยะการบาน แต่ระดับการแสดงออกของยีนVaCHS ในระยะดอกบานลดลงอย่างรวดเร็วในวันที่ 2 หลังทรีทเม้นต์ (2 DAT) ในชุดควบคุม ดอกกล้วยไม้ที่ได้รับน้ำตาลซูโครสเพียงอย่างเดียว และดอกกล้วยไม้ที่รม 1-MCP และได้รับเอทิลีนจากภายนอก (รูปที่ 2) โดยทั่วไป การสังเคราะห์แอนโทไซยานินที่ถูกชักนำโดยน้ำตาลซูโครสจะเกิดขึ้นผ่านยีน CHS และ ANS ใน Hypocotyl ของแรดิชสีแดงพันธุ์ ‘Comet’ พบว่า อัตราส่วนการแสดงออกของยีน CHS:ANS สูงเป็น 3 เท่า ภายใน 6 วันหลังจากปลูก (Hara et al., 2004) อย่างไรก็ตาม เอทิลีนจากภายนอกชักนำให้ยีน VaCHS ในระยะดอกแย้มและระยะดอกบานลดลงทันทีหลังจากทรีทเม้นต์ (AT) และการให้น้ำตาลแก่ดอกกล้วยไม้แล้วรมด้วยเอทิลีนมีรูปแบบการแสดงออกของยีน VaCHS ลดลงเช่นเดียวกับการดอกกล้วยไม้ที่ได้รับเอทิลีนเพียงอย่างเดียว

F3H ถอดรหัสเป็นเอนไซม์ที่เร่งปฏิกิริยา Hydroxylation ของ Flavonone ที่ตำแหน่ง C3 ให้เปลี่ยนเป็น Dihydroflavonol โดย F3H นี้ยังเป็นเอนไซม์หลักที่จุดแตกแขนง (Branch point) ของวิถีการสังเคราะห์ฟลาโวนอยด์ สามารถทำงานได้อย่างอิสระ แต่บางครั้ง F3H ก็ทำงานร่วมกับเอนไซม์ CHS และ CHI ที่อยู่ต้นวิถีเพื่อสังเคราะห์ผลิตภัณฑ์ที่อยู่ถัดลงมา (Downstream product) (Owens et al., 2008) จากการศึกษา พบว่า ยีน VaF3H มีระดับการแสดงออกต่ำกว่ายีน VaCHS และมีการแสดงออกในระยะดอกบานสูงกว่าในระยะดอกแย้ม และการให้น้ำตาลแก่ดอกกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลูไม่มีผลต่อระดับการแสดงออกของยีน VaF3H ในระยะดอกแย้ม แต่กลับมีการแสดงออกที่ลดลงประมาณ 3 เท่าในระยะดอกบานเมื่อเปรียบเทียบกับชุดควบคุม โดยชุดควบคุมและ 1-MCP มีระดับการแสดงออกของยีน VaF3H ในระยะดอกบานใกล้เคียงกัน เอทิลีนจากภายนอกชักนำให้ระดับการแสดงออกของยีน VaF3H ลดลงอย่างรวดเร็วประมาณ 30-60 เท่า ในดอกกล้วยไม้ทั้ง 2 ระยะ ถึงแม้ว่าระดับการแสดงออกของยีน VaF3H จะเพิ่มขึ้นในวันที่ 2 หลังทรีทเมนต์ และยังพบว่า การให้น้ำตาลแก่ดอกกล้วยไม้แล้วรมด้วยเอทิลีนมีรูปแบบการแสดงออกของยีน VaF3H ลดลงเช่นเดียวกับการดอกกล้วยไม้ที่ได้รับเอทิลีนเพียงอย่างเดียว (รูปที่ 3) แสดงให้เห็นว่า น้ำตาลไม่ได้ช่วยชะลอการลดลงของยีน VaF3H ในดอกกล้วยไม้ที่ถูกชักนำโดยเอทิลีนจากภายนอก

ซึ่งมีรูปแบบการแสดงออกของยีน VaDFR คล้ายคลึงกับดอกกล้วยไม้ที่ได้รับเอทิลีนเพียงอย่างเดียว (รูปที่ 4) แสดงให้เห็นว่า น้ำตาลไม่ได้ช่วยชะลอการลดลงของยีน VaDFR ในดอกกล้วยไม้ที่ถูกชักนำโดยเอทิลีนจากภายนอก ใน Arabidopsis ที่ปลูกในสภาพที่มีแสง การลดลงของแอนโทไซยานินที่ถูกชักนำโดยเอทิลีนจะถูกควบคุมที่ระดับ ทรานสคริปชัน โดยปริมาณแอนโทไซยานินจะสัมพันธ์กับระดับการแสดงออกของยีนโครงสร้าง เช่น DFR, LDOX และ UF3GT ซึ่งอยู่ภายใต้การควบคุมยีนควบคุม เช่น bHLH TFs (GL3 และ TT8), R2R3-MYB, PAP1 และ R3-MYB, MYBL2 (Dare et al., 2008) ดังนั้น อาการฟอกขาวของสีกลีบดอกกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลูหลังจากได้รับเอทิลีนจากภายนอก มีความสัมพันธ์กับปริมาณแอนโทไซยานินที่ลดลง และระดับการแสดงออกของยีน VaF3H ลดลงอย่างรวดเร็วประมาณ 3.5 เท่า ในระยะดอกแย้ม และ 2.0 เท่า ในระยะดอกบาน อีกทั้ง ยีน VaDFR ที่ไม่พบการแสดงออกเลย หลังจากได้รับเอทิลีน แสดงให้เห็นว่า VaF3H และ VaDFR อาจจะเป็นยีนหลักในการควบคุม   สีดอกกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลู อย่างไรก็ตาม Khunmuang et al. (2019b) รายงานว่า เอทิลีนจากภายนอกที่ชักนำให้ปริมาณแอนโทไซยานินในกลีบดอกกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลูลดลงอย่างรวดเร็ว อาจจะเป็นผลมาจากการสลายตัวของแอนโทไซยานินมากกว่าการยับยั้งการสังเคราะห์แอนโทไซยานิน และการสลายตัวของ     แอนโทไซยานินส่งผลต่อการเปลี่ยนแปลงสีกลีบดอก (Bleaching) ซึ่งเกิดขึ้นก่อนอาการเสื่อมสภาพต่าง ๆ ในดอกไม้ ในการศึกษานี้ แสดงให้เห็นว่า เอทิลีนจากภายนอกที่ชักนำให้ปริมาณแอนโทไซยานินในกลีบดอกลดลงอย่างรวดเร็วนั้นน่าจะเกี่ยวข้องกับทั้ง 2 กระบวนการ คือ การสลายตัวของแอนโทไซยานิน และการยับยั้งการสังเคราะห์แอนโทไซยานินในระดับทรานสคริปชันด้วย การใช้ 1-MCP ก่อนได้รับเอทิลีนจากภายนอก สามารถช่วยชะลอการเปลี่ยนสีกลีบดอกในกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลู ได้ Khunmuang et al. (2019a, b) รายงานว่า 1-MCP สามารถยืดอายุการปักแจกันของกล้วยไม้ได้ประมาณ 1-2.5 วัน โดยยืดอายุการปักแจกันของกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์ ‘Pure wax’ ได้ร้อยละ 20 และพันธุ์ ‘Pachara Delight’ และ ‘Sansai Blue’ ได้ร้อยละ 10 เนื่องจาก 1-MCP เป็นสารยับยั้งการทำงานของเอทิลีน ทำหน้าที่แย่งจับกับตัวรับเอทิลีน (Ethylene receptor) แบบไม่ผันกลับ ทำให้      เอทิลีนไม่สามารถเข้าจับกับตัวรับเอทิลีนได้ จึงไม่เกิดการโอนถ่ายสัญญาณและตอบสนองต่อเอทิลีน (Seglie et al., 2011; Daneshi Nergi and Ah-madi, 2014)

บทความนี้ตีพิมพ์ลงใน Postharvest Newsletter ปีที่ 22 ฉบับที่ 1 มกราคม – มีนาคม 2566

เอกสารอ้างอิง

• Daneshi Nergi, M.A. and Ahmadi, N. 2014. Effects of 1-MCP and ethylene on postharvest quality and expression of senescence-associated genes in cut rose cv. Sparkle. Scientia Horticulturae 166 : 78-83.
• Dare, A.P., R.J. Schaffer, K. Lin-Wang, A.C. Allan and R.P. Hellens. 2008. Identification of a cis-regulatory element by transient analysis of co-ordinately regulated genes. Plant Methods 4 : 17.
• Hara, M., K. Oki, K. Hoshino and T. Kuboi. 2004. Effects of sucrose on anthocyanin production in hypocotyl of two radish (Raphanus sativus) varieties. Plant Biotechnology Journal 21: 401-405.
• Hoeberichts, F.A., W.G. van Doorn, O. Vorst, R.D. Hall and M.F. van Wordragen. 2007. Sucrose prevents up-regulation of senescence-associated genes in carnation petals. Journal of Experimental Botany 58 : 2873-2885.
• Khunmuang, S., S. Kanlayanarat, C. Wongs-Aree, S. Meir, S. Philosoph-Hadas and M. Buanong. 2019a. Variability in the response to ethylene of three cultivars of cut Vanda orchid flowers. Acta Horticulturae 1262: 241-249.
• Khunmuang, S., S. Kanlayanarat, C. Wongs-Aree, S. Meir, S. Philosoph-Hadas, M. Oren-Shamir, R. Ovadia and M. Buanong. 2019b. Ethylene induces a rapid degradation of petal anthocyanins in cut Vanda ‘Sansai Blue’ orchid flowers. Frontiers in Plant Science 10: 1-13.
• Liang, Y., X.Y. Liu, H.W. Zhang and W. Tan. 2014. Cloning and expression analysis of an anthocyanin bio-synthesis-related gene (AcPAL1) in onion (Allium cepa L.). Journal of Agriculture Biotechnology 222: 47-54.
• Owens, D.K., K.C. Crosby, J. Runac, B.A. Howard and B.S. Winkel. 2008. Biochemical and genetic characterizat ion of Arabidopsis flavanone 3beta-hydroxylase. Plant Physiology and Biochemistry 46 : 833-843.
• Pun, U.K. and K, Ichimura. 2003. Role of sugars in senescence and biosynthesis of ethylene in cut flowers. The Japan Agricultural Research Quarterly 37 : 219-224.
• Petit, P., T. Granier, B.L. d’Estaintot, C. Manigand, K. Bathany, J.M. Schmitter, V. Lauvergeat, S. Hamdi and B. Gallois.  2007. Crystal structure of grape dihydroflavonol 4-reductase a key enzyme in flavonoid biosynthesis. Journal of Molecular Biology 368: 1345-1357.
• Seglie, L., K. Martina, M. Devecchi, C. Roggero, F. Trotta. and V. Scariot.  2011. The effect of 1-MCP in cyclodextrin-based nanospronges to improve the vase life of Dianthus caryophyllus cut flowers. Postharvest Biology and Technology 59(2): 200-205.
• Sun, B.L., Q.U. Bai-Hong and L.I. Wei. 2012. Cloning and expression analysis of gene fragments of related fruit-coloring enzymes in Pingguoli. Journal of Jilin Agricultural University 34: 423-427.
• Tsukaya, H., T. Ohshima, S. Naito, M. Chino and Y. Komeda. 1991. Sugar-dependent expression of the CHS-A gene for chalcone synthase from petunia in transgenic Arabidopsis. Plant Physiology 97: 1414-1421.
• van Doorn, W.G. 2004. Is petal senescence due to sugar starvation? Plant Physiology 134: 35-42.
• Verlinden, S. and J.J.V. Garcia. 2004. Sucrose loading decreases ethylene responsiveness in carnation (Dianthus caryophyllus cv. White Sim) petals. Postharvest Biology and Technology 31 : 305-312.
• Vitrac, X., F. Larronde, S. Krisa, A. Decendit, G. Deffieux and J.M. Merillon. 2000. Sugar sensing and Ca⁺²-calmodulin requirement in Vitis vinifera cells producing anthocyanins. Phytochemistry 53: 659-665.
• Weiss, D. 2000. Regulation of flower pigmentation and growth: multiple signalling pathways control anthocyanin synthesis in expanding petals. Physiologia Plantarum 110 : 152-157.
• Yuan, Y., H.M. Qian, Y. Wang, Y.M. Shi and D.Q. Tang. 2012. Hormonal regulation of Freesia cut flowers and FhACS1. Scientia Horticulturae 143: 75-81.

The post ผลของระยะการบานของดอกและน้ำตาลต่อการเพิ่มปริมาณแอนโทไซยานินและลดความไวต่อเอทิลีนในกล้วยไม้สกุลแวนด้าพันธุ์สันทรายบลูหลังการเก็บเกี่ยว appeared first on ศูนย์นวัตกรรมเทคโนโลยีหลังการเก็บเกี่ยว.

ไซโตไคนิน เป็นสารประกอบ substituted adenine ที่มีสมบัติในการกระตุ้นการแบ่งเซลล์ และพบในพืชชั้นสูง มอส รา แบคทีเรีย และใน tRNA ของจุลินทรีย์และเซลล์สัตว์จำานวนมาก ปัจจุบัน พบว่า มีไซโตไคนินมากกว่า 200 ชนิด ทั้งที่เป็นสารธรรมชาติและสารสังเคราะห์ ในดอกไม้ ไซโตไคนินถูกพบปริมาณมากในระยะดอกตูมและดอกแย้ม แล้วจึงลดลงเมื่อดอกมีอายุมากขึ้นหรือเริ่มเข้าสู่ระยะเสื่อมสภาพ (van Staden et al., 1990) หลังจากที่ดอกไม้หรือใบไม้ที่ถูกตัดออกมาจากต้นแล้วจะเกิดการขาดไซโตไคนินเนื่องจากการสังเคราะห์ไซโตไคนินนั้นเกิดขึ้นที่บริเวณรากก่อน ดังนั้นความไม่สมดุลของฮอร์โมนนี้อาจมีผลไปกระตุ้นให้พืชเสื่อมสภาพโดยแสดงอาการใบเหลือง (Van Staden and Mooney, 1988) การได้รับไซโตไคนินจากภายนอกจึงยับยั้งการเสื่อมสภาพของดอกและใบได้ โดยไปยับยั้งกระบวนการเสื่อมสภาพของดอกไม้ ทั้งกระบวนการสังเคราะห์เอทิลีนและการทำางานของเอทิลีน (Rubinstein, 2000) สาร 6-เบนซิลแอมิโนพิวลีน(6-benzylaminopurine, BA) เป็นสารชนิดแรกในกลุ่มไซโตไคนินที่มีการสังเคราะห์ขึ้นมา มีผลชะลอการหายใจ การเสื่อมสภาพและการสลายตัวของคลอโรฟิลล์ (Thimann, 1980) ในปัจจุบัน พบว่าสารที่มีสมบัติคล้ายคลึงกับไซโตไคนินมากและสามารถใช้ทดแทน BA ได้คือซีทิน (zeatin) ไซโตไคนินชนิดอื่นๆ ซึ่งใช้ในงานเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อ (Mok et al., 2000) คือสารไทไดแอซูรอน (thidiazuron, TDZ) มีชื่อ ทางเคมีว่า N-phenyl-N_-1,2,3-thiadiazol-5-ylurea เป็นอนุพันธ์ของฟีนิวยูเรีย (phenyl urea) มีหมู่ phenyl urea มาแทนที่หมู่ adenine ในไซโตไคนินและเป็น non-purine cytokinin ที่มีประสิทธิภาพสูงมาก เช่นเดียวกับไซโตไคนินในกลุ่มพิวรีน (purine) สาร TDZ ยังสามารถใช้ได้ตั้งแต่ความเข้มข้น 1-100 µM ในงานเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อ หรือใช้เป็นสารที่ทำาให้ใบร่วง (Huetteman and Preece, 1993) ระหว่างการเสื่อมสภาพของไม้ใบโดยเอนไซม์คลอโรฟิลเลส (chlorophyllase) เป็นเอนไซม์ชนิดแรกที่เร่งวิถีการสลายตัวของคลอโรฟิลล์ (Scheumann et al., 1996) ดังนั้น สารสีคลอโรฟิลล์และแคโรทีนอยด์มีความสำาคัญกับพืชโดยคลอโรฟิลล์มีบทบาทสำาคัญในการสังเคราห์น้ำาตาลซึ่งเป็นแหล่งพลังงานในการดำารงชีวิต และยังเป็นปัจจัยสำาคัญที่บ่งบอกถึงคุณภาพของไม้ดอกและไม้ประดับ (Ferrante et al., 2003) TDZ มีบทบาทในการป้องกันการเหลืองของใบและช่วยชะลอการสลายตัวของคลอโรฟิลล์ในดอกอัลสโตรมีเลีย ทิวลิป และเบญจมาศ (Ferrante et al., 2003) TDZ ความเข้มข้น 5-45 µM ช่วยลดการหลุดร่วงของดอกฟลอกซ์ (Phlox peniculata) ที่ถูกชักนำาโดยเอทิลีน และการเสื่อมสภาพของดอกฟลอกซ์ และดอกลิวพีนได้ (Sankhla et al., 2005) TDZ ยังเพิ่มอัตราการดูดน้ำาซึ่งสัมพันธ์กับการเปลี่ยนแปลงน้ำาหนักสดที่เพิ่มขึ้นในดอกเบญจมาศ (Buanong, unpublished data) ดอกคาร์เนชั่นพันธุ์ ‘Lunetta’ (Chamani and Feizi, 2007) และกุหลาบตัดดอก พันธุ์ ‘First Red’ (Chamani et al., 2006)

การเติม BA ลงในน้ำายาปักแจกันอาจเพิ่มแอดินีน (adenine) เข้าไปเพื่อให้โมเลกุลของ soluble RNA คงสภาพเดิม สามารถชะลอการเสื่อมสภาพของดอกไม้ เช่น ดอกเบญจมาศ และคาร์เนชั่น BA ที่ความเข้มข้น 25 mg/l สามารถยืดอายุการปักแจกันของดอกซ่อนกลิ่น (Polianthe tuberose L.) ได้นาน 15.8 วัน เมื่อเปรียบเทียบกับดอกซ่อนกลิ่นที่ปักในน้ำากลั่น (ชุดควบคุม) ซึ่งมีอายุการปักแจกัน 13.2 วัน การใช้ไซโตไคนินในไม้ใบประดับยังให้ผลในทางบวก เช่น การปักแช่เฟริน์นาคราชในสารละลาย TDZ ความเข้มข้น 10 µM สามารถชะลอการลดลงของน้ำาหนักสดและอัตราการดูดน้ำาได้ (Tatmala et al., 2012) เช่นเดียวกับการพัลซิ่ง หรือการเพิ่มอาหารให้แก่ดอกไม้ด้วยสารละลาย TDZ ความเข้มข้น 10 µM และ BA ความเข้มข้น 100 mg/l เป็นเวลา 24 ชั่วโมง แล้วนำามาปักในน้ำากลั่น สามารถชะลอการลดลงของปริมาณคลอโรฟิลล์ทั้งหมดและชะลอการเปลี่ยนเป็นสีเหลืองของใบเฟริน์ได้ดีกว่าใบเฟริน์ที่พัลซิ่งด้วยน้ำากลั่น (ชุดควบคุม) จึงทำาให้มีอายุการใช้งานนานเท่ากับ 11.5 และ 11.1 วัน ตามลำาดับ ในขณะที่ใบเฟริน์ที่พัลซิ่งด้วยน้ำากลั่น (ชุดควบคุม) มีอายุการใช้งานเพียง 9.2 วัน (Ngamkham et al., 2011) ถึงแม้สารทั้ง 2 ชนิดนี้มีประสิทธิภาพไม่แตกต่างกัน แต่เมื่อพิจารณาจากความเข้มข้นที่ใช้ในการทดลอง พบว่าสารละลาย BA ที่ความเข้มข้น 10 ppm จะเท่ากับ 444 µM (Bryan and Soiler, 1991) ดังนั้น จึงจำาเป็นต้องใช้ BA ในปริมาณที่มากกว่า TDZ ถึง 44 เท่า เช่นเดียวกับรายงานของ Genkov and Iordanka (1995) ที่พบว่า การใช้ TDZ ในงานเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อมีประสิทธิภาพดีกว่าและออกฤทธิ์ได้นานกว่าสารไซโตไคนินสังเคราะห์จำาพวก BAP (6-benzylaminopurine) ถึง 100 เท่าโดยเฉพาะการเจริญเติบโตของคาร์เนชันที่ถูกย้ายมาจากดิน

ไซโตไคนินยังช่วยยืดอายุการใช้งานของดอกไม้ที่ไม่มีความไวต่อเอทิลีน (insensitive to ethylene) เช่น ดอกไอริสซึ่งลักษณะการเสื่อมสภาพไม่ได้ถูกควบคุมโดยเอทิลีน (Mutui et al., 2003) ผลการศึกษาของ Macnish et al. (2010) พบว่า ดอกไอริสที่เก็บรักษาที่อุณหภูมิต่ำา (cold storage) เป็นเวลา 2 สัปดาห์ ส่งผลให้มีอายุการใช้งานสั้นลง ดังนั้นการใช้ TDZ สามารถรักษาคุณภาพของดอกไม้ได้ แต่จำาเป็นต้องใช้ที่ความเข้มข้นสูงถึง 200-500 µM ในการกระตุ้นให้ดอกบานและยืดอายุการใช้งานหลังการเก็บรักษาที่อุณหภูมิต่ำา

การพัลซิ่งดอกซ่อนกลิ่นด้วยสารละลาย TDZ ความเข้มข้น 50 µM สามารถกระตุ้นการบานของดอก ชะลอการหายใจ และยืดอายุการปักแจกันของดอกได้ (Uthairatanakij et al., 2007) สำาหรับไม้ตัดดอกเมืองร้อน เช่น ดอกหน้าวัวซึ่งเป็นดอกไม้ที่ไม่มีความไวต่อเอทิลีน เช่นเดียวกัน (Reid, 2004) กลับพบว่าสารละลาย TDZ ความเข้มข้น 5-10 µM สามารถลดการผลิตเอทิลีนของดอกหน้าวัวพันธุ์ ‘Midori’ (Phusap et al., 2011) และดอกขิงแดง (Ieamtim, 2007) นอกจากนั้น TDZ ยังช่วยชะลอการเพิ่มขึ้นของอัตราการรั่วไหลของประจุในจานรองดอก (spathe) ได้อย่างมีนัยสำาคัญยิ่งเมื่อเปรียบเทียบกับดอกหน้าวัวพันธุ์ ‘Midori’ ที่พัลซิ่ง ด้วยน้ำากลั่น (ชุดควบคุม) การรั่วของของประจุ (electrolyte leakage, EL) ในกลีบดอกเป็นดัชนีวัดการเสื่อมสภาพของเซลล์เมมเบรน เกิดการรั่วไหลของส่วนประกอบต่างๆ ภายในเซลล์ เช่น สารสีและอิเล็กโทรไลต์ (electrolyte) ในระหว่างการเสื่อมสภาพของดอกไม้ ทำาให้ดอกสูญเสียความเต่งของเซลล์และเกิดการเหี่ยว (Celikel and van Doorn, 1995) Lukatkin et al.(2003) ได้รายงานว่า การใช้สารละลาย TDZ ที่ระดับความเข้มข้น 10 nM ป้องกันการรั่วไหลของประจุในใบอ่อนของต้นกล้าแตงกวาที่เกิดจากความเครียดได้ แสดงให้เห็นว่า TDZ มีผลเพิ่มความต้านทานของพืชต่อความเครียดต่างๆ นอกจากนั้น การพัลซิ่งดอกหน้าวัวพันธุ์ ‘Midori’ ด้วยสารละลาย TDZ ความเข้มข้น 10 µM ช่วยยืดอายุการปักแจกันได้นาน 36.6 วัน เมื่อเปรียบเทียบกับดอกหน้าวัวที่พัลซิ่งด้วยน้ำากลั่น (ชุดควบคุม) มีอายุการปักแจกันเพียง 33.4 วัน อย่างไรก็ตาม การปักแช่ดอกหน้าวัวพันธุ์ ‘Marshall’ ในสารละลาย TDZ ความเข้มข้น 10 µM สามารถยืดอายุการปักแจกันได้เป็นเวลา 21.5 วัน แต่เมื่อเพิ่มความเข้มข้นของ TDZ ให้สูงขึ้นเป็น 15-45 µM กลับทำาให้ดอกหน้าวัวมีอายุการปักแจกันสั้นลง ในขณะที่สารละลาย BA ความเข้มข้น 100 ppm ทำาให้ดอกหน้าวัวมีอายุการปักแจกัน 16.4 วัน และมีอายุการปักแจกันสั้นกว่าชุดควบคุม 2 วัน (Thawiang et al., 2007) การใช้สารละลาย TDZ ความเข้มข้น 5-10 µM ยังช่วยยืดอายุการปักแจกันของดอกเฮลิโกเนียพันธุ์ ‘Big Bud’ ได้ถึง 9.6 และ 8.5 วัน ตามลำาดับ แต่เมื่อเพิ่มความเข้มข้นสูงขึ้นไปถึง 45 µM อายุการปักแจกันของดอกกลับสั้นลง แต่ยังให้ผลดีกว่าดอกเฮลิโกเนียที่ปักแช่ในน้ำากลั่น (ชุดควบคุม) และความเข้มข้นของ TDZ ที่ให้แก่ดอกไม้ยังไม่เป็นพิษต่อดอกไม้อีกด้วย (Piromruen et al., 2007) แสดงให้เห็นว่า ประสิทธิภาพของ TDZ นั้นขึ้นอยู่กับชนิดและพันธุ์ของพืช ความเข้มข้นของสาร ระยะเวลาที่พืชได้รับสาร และวิธีการที่ได้รับสารนั้น อย่างไรก็ตาม ได้มีการศึกษาประสิทธิภาพของสารกลุ่มนี้อย่างต่อเนื่องในการชะลอการเสื่อมสภาพ ของพืช

นอกจากนั้นการใช้วิธีการต่าง ๆ ร่วมกับไซโตไคนิน เช่น การพัลซิ่งดอกฟลอกซ์ด้วยสารละลาย BA ความเข้มข้น 100 mg/l หรือ TDZ ความเข้มข้น 10 µM ร่วมกับซิเทรต-ฟอสเฟต บัฟเฟอร์ (citrate phosphate buffer) ที่ระดับค่าพีเอช 4.0, 6.0 และ 7.0 เป็นเวลา 24 ชั่วโมง แล้วเก็บรักษาในสภาพมืดที่อุณหภูมิ 2 องศาเซลเซียส เป็นเวลา 8 วัน เพื่อจำาลองแบบสภาวะการขนส่งทางเรือ แล้วจึงนำามาปักใน TOG-6 (Milchan Bros, Ltd., Israel) ซึ่งเป็นน้ำายาปักแจกันที่มีคลอรีนเป็นองค์ประกอบ 50 ppm พบว่า BA และ TDZ มีประสิทธิภาพในการชะลออาการใบเหลืองของดอกฟลอกซ์ได้ (รูปที่ 1, 2) แต่ TDZ ให้ผลดีกว่า BA โดยการปรับค่าพีเอชที่ระดับต่างๆ ในน้ำายาปักแจกันนั้นให้ผลไม่แตกต่างกัน (รูปที่ 3) (Buanong, unpublished data)

ผลการศึกษาที่ผ่านมา พบว่า TDZ กระตุ้นให้เกิดการตอบสนองเหมือนไซโตไคนิน โดยจับกับตัวรับไซโตไคนิน (cytokinin receptor) โดย histidine kinase (AHK4) เป็นตัวรับไซโตไคนินตัวแรกที่จะจับกับ ไซโตไคนินและสารสังเคราะห์ในกลุ่มไซโตไคนิน (Inoue et al., 2001) อย่างไรก็ตาม กลไกของ TDZ ยังไม่เป็นที่เข้าใจมากนักซึ่งอาจทำาให้เกิดการตอบสนองต่อไซโตไคนินโดยทำาปฏิกิริยาโดยตรงกับตัวรับ ไซโตไคนินในใบพืช (Christianson and Hornbuckle, 1999) หรือทำาปฏิกิริยาทางอ้อมโดยกระตุ้นการเปลี่ยนนิวคลีโอไทด์ (nucleotide) ของไซโตไคนินให้เป็น active ribonucleoside ที่มีผลทางชีววิทยา (Capalle et al., 1983) หรือโดยการชักนำาให้เกิดการสะสมของ endogenous adenine-based cytokinins (Thomas and Katterman, 1986) อาจเนื่องมาจากการยับยั้งเอนไซม์ไซโตไคนินออกซิเดส (cytokinin oxidase) (Hare and van Staden, 1994) Ferrante et al. (2002) จึงสรุปว่าประสิทธิภาพของ TDZ อาจจะเป็นผลมาจากการทำางานร่วมกันของกลไกทั้งหมด

เอกสารอ้างอิง

• Bryan, J.A. and J.R. Seiler. 1991. Accelerating Fraser Fir seedling growth with benzylaminopurine spray. Hort Sci. 26(4): 389-390.
• Capelle, S.C., D.W.S. Mok, S.C. Kirchner and M.C. Mok. 1983. Effects of thidiazuron on cytokinin autonomy and the metabolism of N6-(∆2-isopentenyl)[8-14C] adenosine in callus tissue of Phaseolus tunatus L. Plant Physiol. 73: 796-802.
• Celikel, F.G. and W.G. Van Doorn. 1995. Solute leakage, lipid peroxidation and protein pegradation during the senescence of Iris tepals. Physiologia Plantarum 94:515-521.
• Chamani, E. and S.A. Feizi. 2007. Thidiazuron effects on Dianthus caryophyllus ‘Lunetta’. Acta Hort. 755: 305-310.
• Chamani, E., D.E. Irving, D.C. Joyce and M. Arshad. 2006. Studies with thidiazuron on the vase life of cut flowers. J. Appl.Hort. 8: 42-44.
• Christianson, M.L. and J.S. Hornbuckle. 1999. Phenylurea cytokinins assayed for induction of shoot buds in the moss Funaria hygrometrica. Amer. J. Bot. 86:1645-1648.Ferrante, A., F. Tognoni, A. Mensuali-Sodi and G. Serra. 2003. Treatment with thidiazuron for preventing leaf yellowing in cut tulips and chrysanthemum. Acta Hort. 624: 357-363.
• Hare, P.D. and J. van Staden. 1994. Inhibitory effect of thidiazuron on the activity of cytokinin oxidase isolated from soybean callus. Plant Cell Physiol. 35:1121-1125.
• Huetteman, C.A., J.E. Preece. 1993. Thidiazuron-a potent cytokinin for woody plant tissue culture. Plant Cell Tiss.Org. Cult. 33: 105–119.
• Inoue, T., M. Higuchi, Y. Hashimoto, M. Seki, T. Kato, S. Tabata,K. Shinozaki and T. Kakimoto. 2001. Identification of CRE1 as a cytokinin receptor from Arabidopsis. Nature 409: 1060-1063.
• Lukatkin, A.S., D.I. Bashmakov and N.V. Kipaikina. 2003. Protective role of thidiazuron treatment on cucumber seedlings exposed to heavy metals and chilling. Russian J. Plant Physiol. 50(3): 305–307.
• Macnish, A., C.Z. Jiang and M.S. Reid. 2010. Treatment with thidiazuron improves opening and vase life of iris flowers.Postharvest Biol. Technol. 56:77–84.
• Mok, M.C., R.C. Martin and D.W.S. Mok. 2000. Cytokinins: Biosynthesis, metabolism and perception. In Vitro Cell.Dev. Biol. Plants 36: 102-107.
• Mutui, M., V.N. Emongor and M.J. Hutchinson. 2003. Effect of benzyladenine on the vase life and keeping quality of Alstroemeria cut flowers. J. Agric. Sci. Technol. 5: 91–105.
• Ngamkham, P., C. Techavuthiporn, V. Srilaong, C. Wongs-Aree and M. Buanong. 2011. Effect of cytokinins on delaying leaf senescence of Rabbit’s foot fern (Davillia sp.)after harvest. Agricultural Sci. J. 42: 3(Suppl.): 295-298.
• Phusap, W., K. Mahawongwiriya, M. Buanong and S. Kanlayanarat. 2011. Effect of thidiazuron pulsing on quality and vase life of cut Anthurium cv. ‘Midori’ flowers. Agricultural Sci. J. 42:1(Suppl.): 224-227.
• Piromruen, B., M. Buanong and S. Kanlayanarat. 2007. Effect of thidiazuron on quality and vase life of Heliconia (Heliconia spp. cv. Bigbud). Acta Hort. 804: 283-286.
• Reid, M.S. 2004. Anthurium, flamingo flower. [Online], Available source: http://postharvest.ucdavis.edu/Produce/ProduceFacts/orn/anthurium.pdf., [12.06.2009].
• Rubinstein, B. 2000. Regulation of cell death in flower petals.Plant Mol. Biol. 44: 303-318.
• Sankhla, N., W.A. Mackay and T.D. Davis. 2005. Effect of thidiazuron on senescence of flowers in cut inflorescences of Lupinus densiflorus Benth. Acta Hort.669: 239-243.
• Scheumann, V., H. Ito, A. Tanaka, S. Schoch and W. Rudiger. 1996.Substrate specificity of chlorophyll(ide) b reductase in etioplasts of barley (Hodeum vulgare L.) European J. Biochem. 242: 163-170.
• Tatmala, N., S. Kaewsuksaeng, S. Kanlayanarat and M. Buanong.2012. Effect of Thidiazuron Holding Treatments on Delaying the Senescence of Davallia Ferns. Acta Hort.937: 463-466.
• Thawiang, N., M. Buanong and S. Kanlayanarat. 2007. Effect of thidiazuron on postharvest quality of cut flowers of Anthurium (Anthurium andaeanum L. cv. ‘Marshall’). Acta Hort. 755: 415-418.
• Thomas, J.C. and F.R. Katterman. 1986. Cytokinin activity induced by thidiazuron. Plant Physiol. 81: 681-683.
• Uthairatanakij, A., J. Jeenbuntug, M. Buanong and S. Kanlayanarat. 2007. Effect of thidiazuron pulsing on physiological changes of cut tuberose flower (Polianthes tuberosa L.). Acta Hort. 755, 477–480.
• Van Staden, J. and P.A. Mooney. 1988 The effect of cytokinin preconditioning on the metabolism of adenine derivatives in soybean callus. J. Plant Physiol. 133:466-469.
• Van Staden, J., S.J Upfold, A.D. Bayley and F.E. Drewes. 1990. Cytokinins in cut carnation flowers IX. Transport and metabolism of iso-pentenyladenine and the effect of its derivatives on flower longevity. Plant Growth Reg. 9: 255–262.

บทความนี้ ตีพิมพ์ลงใน Postharvest Newsletter ปีที่ 14 ฉบับที่ 2 เมษายน-มิถุนายน 2558

The post การใช้สารในกลุ่มไซโตไคนินในการปรับปรุงคุณภาพและยืดอายุไม้ดอกไม้ประดับ appeared first on ศูนย์นวัตกรรมเทคโนโลยีหลังการเก็บเกี่ยว.